養iPSC的小伙伴們，是否每次傳代看到那些珍貴的克隆都如履薄冰？消化輕了，細胞團下不來；消化重了，細胞活率直線掉... 別擔心！這份超實用的iPSC細胞消化Q&A，幫你掃清操作盲區，讓傳代變得輕松又高效！

1.  iPSC 為什么要特別小心消化？它們和普通細胞系有什么不同？
關鍵在于iPSC的“嬌貴”特性！
集落生長：它們通常長成緊密的克隆團，不像貼壁細胞那樣均勻分散。
細胞間連接強：iPSC之間通過E-cadherin等蛋白形成非常緊密的連接，需要特定的酶來有效打斷。
對機械力敏感：過度吹打或劇烈的物理剪切力極易損傷細胞，導致活率下降和自發分化。
對酶敏感：長時間或高濃度的酶暴露會損害細胞膜和表面蛋白，同樣影響活力和多能性。
簡單說：iPSC更像“精致的瓷器”，需要比普通細胞（如成纖維細胞）更溫和、更精準的消化方式。

2.  常用的iPSC消化方法都有哪些？各有什么優缺點？
主流方法有以下幾種

酶法（最常用）
試劑:
Accutase, Gentle Cell Dissociation Reagent，或低濃度胰酶配合EDTA。
原理： 酶解細胞間連接蛋白和細胞-基質粘連。
優點： 相對溫和，可較好控制，可獲得單個細胞或小細胞團（取決于消化時間）。
缺點： 需要精準掌握時間；殘留酶可能影響后續實驗（需充分洗滌）；成本相對高。

機械法
操作： 直接用細胞刮刀或移液器槍頭刮下/吹打克隆。
優點： 快速，無酶殘留。
缺點： 最不推薦 ！ 極易造成細胞機械損傷，導致活率驟降、分化率升高，且很難獲得均一的細胞團塊，重復性差。

酶+機械法（結合）
操作：先用酶（如EDTA）預處理幾分鐘，輕微松動克隆邊緣，再用移液器極其輕柔地吹打幾次使克隆脫落。
優點：比純機械法溫和，比純酶法快一點，成本較低（EDTA便宜）。
缺點：對“輕柔”操作要求極高，吹打力度和時間控制不好容易損傷細胞。

3.  用酶消解法進行消化時，時間如何把握？怎么判斷 “剛剛好”？
時間至關重要！ 沒有絕對標準，需要根據細胞狀態、密度、克隆大小和具體試劑調整。 一般流程和判斷要點：
1. 預處理： 吸掉舊培養基，用不含Ca2?/Mg2?的緩沖液（如DPBS）輕柔洗滌1-2次，去除血清（血清會抑制酶活）。
2. 加酶： 加入適量酶（覆蓋細胞層即可，約0.5-1ml/6孔板孔）。
3. 孵育： 放入37°C培養箱。關鍵觀察期來了！

• 鏡下觀察（核心！）： 每隔1-2分鐘取出在顯微鏡下觀察。
• “剛剛好”的標志： 克隆邊緣開始卷曲、收縮、變圓，大部分克隆從培養皿底部微微抬起，克隆間的界限變得清晰，輕輕搖晃培養皿能看到克隆明顯移動甚至漂浮起來。 此時細胞團塊應保持相對完整，避免看到大量單個細胞游離出來（這通常意味著消化過頭了?。?。

4. 終止消化： 一旦觀察到上述“臨界點”，立即吸掉酶液（或加入含血清的完全培養基中和酶活）。對于Accutase，可能需要加入含血清培養基后非常輕柔地吹打幾次幫助脫落。
黃金法則： 寧輕勿重！ 如果時間到了邊緣還沒明顯收縮，寧可多等1分鐘觀察，也不要貿然暴力吹打。消化不足比過度消化更容易補救（延長一點時間或稍加吹打）。

4.  消化后，吹打細胞有什么講究？
極其輕柔！ 這是保證高活率的關鍵一步！
? 選擇合適的槍頭： 
使用大口徑（如1000μl）的槍頭，剪掉尖端一小部分（擴大開口）可以減少剪切力。
?  控制吹打力度和次數： 
將培養基或緩沖液沿孔壁緩慢加入，避免直接沖擊細胞團塊！ 吹打時動作要緩慢、平穩，次數要少（通常3-5次足夠）。目標是讓大的克隆團分散成適合傳代的小團塊（比如幾十到幾百個細胞一團），不追求打成單細胞懸液（除非做單細胞克?。?

? 觀察懸液狀態： 
吹打后懸液應是小細胞團為主，肉眼或鏡下不應看到太多單個細胞或微小碎片。

? 及時停止： 
一旦達到合適大小的團塊，立即停止吹打。

5.  為什么消化后傳代一定要加 Rock 抑制劑？
Rock抑制劑是iPSC傳代后的“救命稻草”！
? 作用機理：
它抑制Rho激酶信號通路。該通路在細胞經歷分離、貼壁等應激時被激活，會導致細胞凋亡（Anoikis）。
? 關鍵作用：
顯著提高傳代后細胞的存活率，促進小細胞團塊的重新貼壁和鋪展，減少傳代后的細胞死亡和分化。
? 用法：僅在傳代后的新鮮培養基中添加（通常工作濃度10μM），培養24小時后更換為不含Rock抑制劑的正常培養基。注意：不要在維持培養的常規培養基中長期添加。

6.  消化后總是有很多細胞碎片 / 死細胞，怎么辦？
碎片多通常提示消化或吹打過程存在損傷。排查點：
?  消化過度：這是最常見原因！回顧Q3，嚴格控制消化時間，鏡下觀察是關鍵。
?  吹打過猛：回顧Q4，務必輕柔吹打。
?  細胞狀態本身不佳：傳代前細胞是否健康？密度是否合適（過密或過稀都可能導致狀態差）？是否有污染？
?  洗滌不充分：殘留的血清會抑制酶活，導致消化不均，部分區域消化不足而部分過度。確保用DPBS充分洗滌。
?  酶的選擇或質量問題：確保使用新鮮、未反復凍融的酶，并確認酶是適用于iPSC的。
?  傳代密度過低：細胞團塊太少，分泌的生存因子不足，也會增加死亡。

7.  消化后細胞貼壁慢 / 不貼壁，可能是什么原因？
可能原因有：
?  基質問題：新板子基質（Matrigel等）包被不均勻、失效或用量不足？包被后放置時間過長？確?；|新鮮、正確包被、充分覆蓋培養表面。
? 細胞團塊過大或過?。?/strong>消化后團塊太大不易貼壁；吹打太碎成單細胞或極小團塊，存活率低且貼壁困難。目標是合適的小團塊（幾十到幾百細胞）。
? 未加或Rock抑制劑失效：確認傳代培養基中正確添加了新鮮配制的Rock抑制劑。
? 細胞狀態差：消化前細胞狀態就不好（如分化率高、代謝廢物積累多）。
? 消化損傷嚴重：過度消化或過度吹打導致細胞嚴重受損。
? 培養基問題：新換的培養基批次是否有問題？pH、滲透壓是否正常？是否預熱？
? 傳代密度過低：細胞太少，分泌的促進貼壁因子不足。

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